La technologie du phage display consiste à insérer un gène cible étranger à un emplacement spécifique de la protéine de la capside du phage et à exprimer ce gène à la surface du phage sans altérer sa fonction normale. Après plusieurs cycles de sélection, une protéine cible présentant une forte spécificité et une activité biologique élevée a finalement été obtenue.

Cette technologie permet de générer des banques d'anticorps à grande capacité. Le cycle de criblage est court, le processus opérationnel simple et le champ d'application vaste, permettant l'identification de séquences optimales pour des peptides ou des protéines cibles. Dans le domaine de la virologie, le criblage de grandes banques d'anticorps permet aux chercheurs de découvrir des anticorps se liant à des épitopes viraux critiques. Ce processus peut entraver l'entrée, la réplication ou les mécanismes d'échappement immunitaire des virus, jetant ainsi les bases du traitement des maladies.

La technologie du phage display est plus largement utilisée que celle des hybridomes, qui se limite à la production d'une petite quantité d'anticorps dirigés contre des immunogènes spécifiques. En revanche, la technologie du phage display permet de présenter une bibliothèque complète d'anticorps provenant de diverses espèces immunitaires.

La technologie du phage display a un large éventail d'applications, notamment le criblage des récepteurs de micro-organismes pathogènes, l'étude des interactions protéiques, le suivi de la transmission des signaux entre les cellules, le diagnostic des maladies animales et le développement de vaccins, entre autres domaines.

La technologie du phage display offre de nombreux avantages et trouve des applications dans divers domaines. Cependant, le principal défi lié au développement d'anticorps recombinants par cette méthode réside dans la complexité et le coût du procédé. Cette approche nécessite l'intégration de techniques de biologie moléculaire, telles que la mutation, le clonage et l'expression, ainsi que d'analyses immunologiques, biochimiques et biophysiques, afin d'identifier et de caractériser les anticorps recherchés.

La présentation de l'antigène est une étape cruciale. Les méthodes de présentation de l'antigène comprennent principalement la présentation directe d'antigènes enrobés, la présentation indirecte d'antigènes enrobés, la présentation d'antigènes par criblage cellulaire, la présentation d'antigènes via des liposomes, des disques nanophospholipidiques et des VLPs.

La méthode d'enrobage direct est relativement simple, mais la conformation de l'antigène est facilement altérée. L'enrobage indirect, quant à lui, est plus complexe, mais permet de préserver la conformation de l'antigène et d'améliorer l'efficacité de présentation. Le criblage cellulaire permet de simuler les conditions in vivo, mais souffre du problème des liaisons non spécifiques. Les disques de nanophospholipides présentent une petite taille, une efficacité de délivrance élevée et une bonne stabilité. Les VLPs, fusionnées ou encapsulées avec l'antigène, possèdent une forte immunogénicité et une bonne sécurité, et peuvent induire une réponse immunitaire importante.

Si la concentration est trop faible, la probabilité de liaison avec le phage diminue, ce qui réduit l'efficacité du criblage. À l'inverse, une concentration excessive peut augmenter la probabilité de liaisons non spécifiques, amplifier le bruit de fond et entraver l'identification des clones positifs.

Une méthode de fixation douce peut être employée afin d'éviter les températures élevées, les acides et les bases forts. Une méthode de revêtement indirect et le système biotine-streptavidine ont été utilisés pour limiter l'altération de la structure de l'antigène. Si l'antigène est une protéine membranaire, il peut être présenté à la surface de cellules intactes ou utilisé pour simuler l'environnement membranaire, par exemple dans des nanodisques, afin de préserver sa conformation de protéine membranaire naturelle.

En plus des expériences de routine telles que l'ELISA, le Western Blot (WB) et l'immunofluorescence (IF), les techniques de détection par résonance plasmonique de surface (SPR) et interférométrie de couche biologique (BLI) peuvent être utilisées pour surveiller en temps réel les processus de liaison et de dissociation des anticorps et des antigènes, permettant ainsi la détermination des paramètres d'affinité et cinétiques.

La technique du phage display peut être utilisée pour générer des anticorps monoclonaux à haute affinité pour un large éventail d'espèces productrices d'anticorps, y compris, mais sans s'y limiter, les humains, les souris, les rats, les lapins, les poulets, les chameaux, les alpagas, les vaches, les chiens, les moutons, les singes et les requins.

La technique de construction de banques d'anticorps de souris est bien établie, économique et rapide, ce qui la rend adaptée au criblage préliminaire d'anticorps et à la recherche fondamentale. Les anticorps de lapin présentent une forte affinité et une grande spécificité, avec un spectre de reconnaissance d'épitopes plus large que celui des anticorps de souris. Les anticorps humains peuvent être obtenus directement à partir de banques d'anticorps humains, évitant ainsi les réactions immunitaires potentielles qui peuvent survenir lors de l'administration d'anticorps hétérologues. Cette approche est particulièrement intéressante pour la recherche et le développement de médicaments, notamment pour la création d'anticorps thérapeutiques.

Les immunogènes animaux sont généralement divisés en antigènes protéiques, antigènes polypeptidiques, antigènes d'acides nucléiques et antigènes liés aux pathogènes, parmi lesquels les antigènes liés aux pathogènes comprennent les antigènes viraux (particules virales complètes, protéines virales, protéines non structurales virales, etc.), les antigènes bactériens (extrait bactérien complet, composants de la paroi cellulaire, protéines sécrétées, toxines, etc.) et les antigènes parasitaires.

Ajuster les immunogènes en remplaçant les antigènes immunitaires par des protéines recombinantes et les particules virales létales par les protéines structurales des virus. Adapter le protocole expérimental et modifier la dose d'immunogénicité.

L'immunogénicité peut être renforcée par le couplage des antigènes à des protéines porteuses, telles que l'albumine sérique bovine. De plus, des adjuvants immunologiques, comme l'adjuvant de Freund et l'adjuvant aluminique, peuvent être utilisés pour prolonger le temps de résidence in vivo et stimuler l'activation et la prolifération des cellules immunitaires, améliorant ainsi l'immunogénicité.

Une banque d'anticorps de phage est une collection d'anticorps de phage diversifiés, créée en assemblant un ensemble complet de gènes de régions variables d'anticorps dans des vecteurs de phage et en les exprimant à la surface des phages. Ce processus aboutit à la formation d'une banque d'anticorps de phage.

Le processus général du phage display comprend plusieurs étapes clés : l’extraction des cellules mononucléaires du sang périphérique (PBMC) d’animaux immunisés, l’isolement de l’ARN total et sa transcription en ADN complémentaire (ADNc), l’amplification du gène cible par PCR, le clonage du gène cible dans un vecteur phagique et la transformation de ce vecteur dans une cellule hôte pour l’expression. Ce processus permet la construction d’une banque de phages, capable d’identifier rapidement des anticorps à haute affinité. Cette banque constitue ensuite une ressource précieuse pour le développement de vaccins, de médicaments et de réactifs de diagnostic.

Selon leur origine, les banques d'anticorps phagiques se divisent en deux catégories : les banques d'anticorps phagiques immunisés et les banques d'anticorps phagiques natifs. La principale différence entre ces deux types réside dans la vaccination ou non des animaux. Par ailleurs, les banques d'anticorps natifs peuvent être générées par semi-synthèse ou par synthèse.

Deux indices principaux permettent d'évaluer la qualité d'une banque d'anticorps : sa capacité de stockage et sa diversité. Une grande capacité de stockage, associée à une forte diversité, garantit un criblage efficace des anticorps présentant à la fois une affinité et une spécificité élevées.

Lors de l'élutriation biologique, la banque de phages est incubée avec des cibles fixées, puis lavée abondamment pour éliminer les phages non réactifs. Les conjugués sont généralement élués à l'aide d'une solution acide ou à forte concentration saline, puis amplifiés dans des cellules hôtes appropriées pour leur enrichissement. Après 3 à 5 cycles de criblage, des anticorps à haute affinité sont obtenus.

Les méthodes de criblage de phages comprennent principalement le criblage en phase solide, le criblage en phase liquide et le criblage cellulaire. Le choix d'une méthode de criblage appropriée doit tenir compte des caractéristiques des molécules cibles, des objectifs du processus de criblage et de l'environnement de laboratoire.

Le criblage positif est la méthode fondamentale pour identifier les anticorps de phages se liant à des protéines cibles. Le criblage négatif permet d'éliminer les anticorps non spécifiques. Lors du criblage des anticorps de phages, des anticorps non spécifiques peuvent être détectés en raison d'interférences avec le marqueur de l'antigène cible, les matériaux utilisés ou d'autres antigènes présentant des similarités structurales avec l'antigène cible. Dans ce cas, le criblage négatif peut améliorer l'efficacité du processus de criblage.

Les méthodes de vérification des anticorps comprennent généralement l'ELISA, le Western Blot (WB), la cytométrie en flux, l'immunoprécipitation (IP), l'immunofluorescence (IF), l'immunohistochimie et diverses autres techniques expérimentales. Alpha Lifetech possède une vaste expérience dans la détection des anticorps et dispose d'une équipe expérimentale professionnelle, garantissant ainsi l'efficacité des anticorps lors des expériences ultérieures.